pcr實驗原理：

    qPCR基于傳統的聚合酶鏈反應（PCR）技術，通過逐漸擴增目標DNA或cDNA的數量使其可檢測。與傳統PCR不同的是，qPCR在擴增過程中同時進行熒光信號的實時監測。

    qPCR的原理基于熒光探針（例如TaqMan探針或SYBR Green I染料）。這些探針通過與目標序列的特異性結合，在PCR過程中釋放熒光信號。

    SYBR Green I：該染料能與DNA雙鏈結合，當PCR擴增產生新的雙鏈DNA時，SYBR Green I與其結合并發出熒光信號。

    TaqMan探針：該探針由引物和熒光探針組成，熒光探針含有一個熒光染料和一個熒光猝滅劑。在PCR擴增過程中，熒光探針通過引物特異性結合到目標序列上，并且Taqpolymerase酵素的核酸酶活性會切除掉熒光探針上的猝滅劑，導致熒光染料釋放出信號。

PCR擴增中避免非特異性產物的綜合策略

一、優化引物設計

提高引物特異性

確保引物與目標序列高度匹配，避開非目標區域的相似序列（如通過BLAST比對驗證）；

引物長度控制在18-24 bp，GC含量40–60%，避免引物二聚體或發夾結構。

減少引物濃度

過高引物濃度易引發非特異性結合或引物二聚體，建議調整至0.1–0.5 μM。

二、調控PCR反應條件

調整退火溫度

適當提高退火溫度?（接近引物Tm值±2℃），增強引物與模板結合的嚴謹性，減少非特異性結合。

優化Mg2?濃度

Mg2?濃度過高（＞2.5 mM）會降低反應特異性，需通過梯度實驗確定最佳濃度（通常1.5–2.5 mM）。

縮短延伸時間與循環次數?

延伸時間按產物長度設定（1 kb/min），避免過度延伸導致副產物積累；

減少循環次數（通常25–35次），防止非特異性產物指數級擴增。

使用熱啟動Taq酶

熱啟動聚合酶在低溫下無活性，可抑制早期非特異性擴增。

三、防污染操作

分區操作?

實驗區域分為樣本處理區、試劑配制區及擴增區，避免氣溶膠污染。

使用UNG酶

添加尿嘧啶糖基化酶（UNG）降解含dU的污染產物，抑制殘留DNA擴增。

設置陰性對照

加入無模板對照（NTC）以監測試劑或環境污染物。

四、模板與試劑優化

純化模板DNA

模板降解或雜質（如多糖、蛋白）可能引發非特異性擴增，需通過電泳或純化試劑盒驗證完整性。

調整模板用量

過高模板量會增加非特異性結合的幾率，建議按實驗體系推薦量添加（通常1–100 ng）。

五、其他輔助策略

使用降落PCR（Touchdown PCR）

初始退火溫度高于Tm值并逐漸降低，優先擴增高特異性產物45。

添加增強劑?

DMSO（5–10%）、甜菜堿（1–1.5 M）等可減少模板二級結構干擾，提升特異性。

巢式PCR

分兩輪擴增，使用外側和內側兩對引物，降低背景干擾